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Cartas ‐ Investigação
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Análise imuno‐histoquímica de MMP‐1 e 2 em pacientes com líquen plano pilar e alopecia fibrosante frontal

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Renata Indelicato Zaca,
Autor para correspondência
renatazac@hotmail.com

Autor para correspondência.
, Adilson Costab, Emily Ferreira Salles Pilarc, Julio Cesar Moraesd, Isabel Cristina Gomes Mourae, Moisés Salgado Pedrosaf
a Departamento de Dermatologia, Clínica Renata Zac, Belo Horizonte, MG, Brasil
b Departamento de Dermatologia, Mayo Clinic, Rochester, Minessota, EUA
c Departamento de Biologia, Hospital das Clínicas de Porto Alegre, Porto Alegre, RS, Brasil
d Departamento de Processamento, Imunocell Laboratorial, Campinas, SP, Brasil
e Departamento de Estatística, Faculdade de Ciências Médicas de Minas Gerais, Belo Horizonte, MG, Brasil
f Departamento de Patologia, Centro Especializado em Anatomia Patológica, Belo Horizonte, MG, Brasil
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Tabelas (3)
Tabela 1. Cálculo do escore de Klein
Tabelas
Tabela 2. Dados de anticorpos MMP1 de acordo com os grupos avaliados
Tabelas
Tabela 3. Dados de anticorpos MMP2 de acordo com os grupos avaliados
Tabelas
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Prezado Editor,

O líquen plano pilar (LPP) e a alopecia fibrosante frontal (AFF) são alopecias cicatriciais linfocíticas primárias. Clinicamente, o LPP clássico apresenta área de alopecia irregular, mais comum na região do vértice, enquanto a AFF causa perda de cabelo que ocorre lentamente na linha de implantação frontotemporal, comumente associada à alopecia das sobrancelhas.1

De acordo com Doche et al.,2 aproximadamente 65% das amostras de biopsia do couro cabeludo de áreas de LPP e AFF com aparência “normal” apresentaram inflamação perifolicular ao redor da região do istmo/infundíbulo. Esses achados sugerem que ambas as doenças podem ser processos mais generalizados que afetam o couro cabeludo. A falta de relação entre o grau de inflamação histopatológica e os sinais clínicos de inflamação apoia a ideia de que algumas áreas do couro cabeludo podem ser mais propensas a desenvolver alopecia cicatricial.

Esses distúrbios são mediados por linfócitos e resultam na ruptura das células da membrana basal, destruição do folículo piloso e substituição por fibrose. Elas apresentam curso crônico, desenvolvimento imprevisível e, provavelmente, patogênese autoimune. Medicamentos, infecções, fatores genéticos e anormalidades imunológicas são possíveis fatores desencadeantes.3

As metaloproteinases da matriz (MMPs) estão envolvidas na proliferação e diferenciação celular, inflamação, degeneração, metástase e crescimento tumoral. A produção e ativação das MMPs são induzidas rapidamente quando há necessidade de remodelação ativa dos tecidos. A MMP‐2, a mais amplamente distribuída de todas as MMPs, juntamente com a MMP‐9, digere os colágenos dos tipos IV, V e XI, a laminina e a proteína central do agrecano, além de digerir individualmente os colágenos I, II e III.4

A MMP‐1 é capaz de degradar os colágenos fibrilares dos tipos I e III.5

A MMP‐4 (ou MMP‐17) está envolvida em diferentes processos patológicos, como artrite, doenças cardiovasculares e progressão do câncer.6

O objetivo do presente estudo foi avaliar a presença de MMP‐1 e MMP‐2 em LPP e AFF e avaliar seu papel na patogênese dessas doenças.

Os pacientes foram recrutados na Clínica Dermatológica Renata Zac, Belo Horizonte, MG, Brasil, de 2019 a 2023.

A aprovação do Comitê de Ética da universidade foi obtida antes da realização deste estudo. Os participantes forneceram consentimento livre e esclarecido por escrito.

Os critérios de inclusão foram pacientes com doença comprovada clínica e histopatologicamente. Pacientes com lesões não confirmadas por biopsia ou em tratamento no momento da biopsia foram excluídos deste estudo.

No presente estudo, foram incluídos 60 pacientes (48 mulheres e 12 homens) com idades entre 23 e 71 anos.

Para ser incluído no grupo de LPP clássico, o paciente deveria apresentar envolvimento irregular do couro cabeludo na forma de placas com hiperceratose, tampões foliculares e eritema perifolicular ou cicatrizes atróficas, principalmente no ápice e na região parietal. A tricoscopia poderia evidenciar eritema perifolicular e interfolicular associado a escamas tubulares perifoliculares. Queixas de prurido e sensação de queimação foram comuns, assim como a associação com lesões de LP na pele, unhas e mucosas.3

Para serem incluídos no grupo AFF, os participantes devem preencher os critérios diagnósticos para AFF propostos por Vanó‐Galván et al.7 Os critérios maiores são alopecia cicatricial do couro cabeludo na região frontotemporal (na ausência de pápulas foliculares ceratóticas no corpo) e alopecia difusa bilateral das sobrancelhas. Os critérios menores incluem tricoscopia com eritema peripilar, descamação peripilar ou ambos; características histopatológicas de alopecia cicatricial com padrão AFF ou LPP; envolvimento da região occipital, face, costeletas, pelos corporais e presença de pápulas faciais não inflamatórias. O diagnóstico requer dois critérios maiores ou um critério maior e dois menores.

Todos os pacientes foram submetidos a biopsia do couro cabeludo com biopsia por punch de 4mm, com uma amostra submetida a cortes verticais e a outra a cortes transversais. O diagnóstico foi confirmado por um patologista e um dermatologista usando cortes corados com Hematoxilina & eosina. As alterações histopatológicas encontradas no LPP e na AFF são infiltrado linfocítico‐histiocítico perifolicular, às vezes com padrão liquenoide, mais proeminente nas regiões do istmo e do infundíbulo; degeneração vacuolar das células basais; queratinócitos necróticos; fendas artefatuais entre o folículo e a faixa fibrosa perifolicular; e fibrose perifolicular separando o infiltrado inflamatório do folículo. Com o tempo, ocorre redução e perda das glândulas sebáceas e destruição de todo o folículo piloso.1

Vinte amostras de tecido de couro cabeludo aparentemente normais, pareadas por idade e sexo, foram obtidas no momento de cirurgia plástica facial e utilizadas como controles.

Este estudo laboratorial envolveu o uso de sessenta blocos de tecido tamponados, fixados em formalina e incluídos em parafina, de casos histologicamente comprovados de LPP, AFF e controles.

Os anticorpos primários para coloração imuno‐histoquímica incluíram anticorpos policlonais contra MMP1 [EP1247Y] (ab52631, Abcam, Cambridge, Reino Unido) e MMP2 [6E3F8] (ab86607, Abcam, Cambridge, Reino Unido).

A expressão de MMP‐1 e MMP‐2 nos grupos LPP, AFF e controle foi avaliada nas glândulas sebáceas (GS), em todos os segmentos dos folículos pilosos (FP) e nos queratinócitos epidérmicos (QT).

O escore de Klein é método semiquantitativo usado para avaliar a expressão de marcadores imuno‐histoquímicos, multiplicando‐se a porcentagem de células positivas pela intensidade da coloração para obter o escore final (Klein et al., 2001).

O escore de Klein foi obtido por meio do cálculo descrito na tabela 1: Cálculo do escore de Klein.

Tabela 1.

Cálculo do escore de Klein

% de células positivas (A)  Intensidade (B)  Escore final 
0=0%  0=sem reação  A×B
1=1%–29%  1=reação fraca 
2=30%–60%  2=reação moderada 
3=61%–100%  3=reação forte 

As variáveis qualitativas foram apresentadas como frequências absolutas e relativas, e as variáveis quantitativas como mínimo, máximo, média, desvio padrão, mediana, primeiro (Q1) e terceiro (Q3) quartis. O número de informações disponíveis (n válido) foi apresentado para cada variável.

A associação entre as variáveis qualitativas foi avaliada usando o teste exato de Fisher. A comparação das variáveis quantitativas entre os três grupos de comparação foi realizada usando o teste de Kruskal‐Wallis.

As análises foram realizadas no programa R Studio versão 2024.04.2 usando a linguagem R versão 4.4.0, e p<0,05 foi considerado significante.

Não houve diferença entre os três grupos avaliados nos marcadores de anticorpos MMP‐1 e MMP‐2 (figs. 1 e 2 e tabelas 2 e 3).

Figura 1.

Expressão negativa de MMP‐1 nos grupos LPP, AFF e controle nas glândulas sebáceas (GS), folículos pilosos (FP) e queratinócitos (QT), 100×. Fonte: Dados originais da pesquisa.

Figura 2.

Expressão de MMP‐2 nos grupos LPP, AFF e controle nas glândulas sebáceas (GS), folículos pilosos (FP) e queratinócitos (QT), 100×. Fonte: Dados originais da pesquisa.

Tabela 2.

Dados de anticorpos MMP1 de acordo com os grupos avaliados

Variáveis  Controle  AFF  LPP  p‐valor 
Glândulas sebáceas
% de células positivas        – 
Mín/máx  100,0/100,0  100,0/100,0  100,0/100,0   
Mediana [Q1; Q3]  100,0 [100,0; 100,0]  100,0 [100,0; 100,0]  100,0 [100,0; 100,0]   
Desvio padrão  100,0 (0)  100,0 (0)  100,0 (0)   
N  19  15  15   
Intensidade dominante        0,057a 
Sem reação  0 (–)  0 (–)  0 (–)   
Reação fraca  3 (15,8%)  7 (46,7%)  9 (60,0%)   
Reação moderada  14 (73,7%)  6 (40,0%)  5 (33,3%)   
Reação forte  2 (10,5%)  2 (13,3%)  1 (6,7%)   
N  19  15  15   
Local
Bulbo  5 (26,3%)  5 (33,3%)  1 (6,7%)  0,207a 
Cabelo solitário  0 (‐)  1 (6,7%)  2 (13,3%)  0,273a 
Cabelo transversal  9 (47,4%)  5 (33,3%)  5 (33,3%)  0,617a 
Parte superior  6 (31,6%)  3 (20,0%)  7 (46,7%)  0,326a 
N  19  15  14   
Escore de Klein        0,061b 
Mín/máx  3,0/9,0  3,0/9,0  3,0/9,0   
Mediana [Q1; Q3]  6,0 [6,0; 6,0]  6,0 [3,0; 6,0]  3,0 [3,0; 6,0]   
Desvio padrão  5,8 (1,6)  5,0 (2,2)  4,4 (1,9)   
N  19  15  15   
Folículo capilar
% de células positivas        0,922b 
Mín/máx  0/100,0  0/100,0  0/100,0   
Mediana [Q1; Q3]  75,0 [57,5; 90,0]  70,0 [30,0; 100,0]  80,0 [20,0; 97,5]   
Desvio padrão  69,5 (27,8)  61,1 (39,6)  58,6 (41,9)   
N  20  19  18   
Intensidade dominante        0,551a 
Sem reação  1 (5,0%)  4 (21,1%)  4 (22,2%)   
Reação fraca  15 (75,0%)  12 (63,2%)  10 (55,6%)   
Reação moderada  4 (20,0%)  3 (15,8%)  3 (16,7%)   
Reação forte  0 (–)  0 (–)  1 (5,6%)   
N  20  19  18   
Escore de Klein        0,620b 
Mín/máx  0/6,0  0/6,0  0/9,0   
Mediana [Q1; Q3]  3,0 [2,0; 3,0]  3,0 [2,0; 3,0]  3,0 [1,0; 3,0]   
Desvio padrão  3,1 (1,6)  2,6 (1,9)  2,8 (2,4)   
N  20  19  18   
Queratinócitos
% de células positivas        0,780b 
Mín/máx  0/100,0  0/100,0  0/100,0   
Mediana [Q1; Q3]  100,0 [25,0; 100,0]  92,5 [7,5; 100,0]  90,0 [20,0; 100,0]   
Média (DP)  71,1 (40,0)  63,2 (44,7)  62,6 (41,1)   
N válido  19  20  19   
Intensidade dominante        0,505a 
Sem reação  2 (10,5%)  5 (25,0%)  1 (5,3%)   
Reação fraca  13 (68,4%)  10 (50,0%)  13 (68,4%)   
Reação moderada  4 (21,1%)  5 (25,0%)  4 (21,1%)   
Reação forte  0 (–)  0 (–)  1 (5,3%)   
N  19  20  19   
Escore de Klein        0,971b 
Mín/máx  0/6,0  0/6,0  0/9,0   
Mediana [Q1; Q3]  3,0 [1,5; 3,0]  3,0 [0,8; 3,8]  3,0 [1,0; 4,5]   
Desvio padrão  2,9 (1,9)  2,8 (2,2)  3,1 (2,4)   
N  19  20  19   
Camada        0,100a 
Basal  0 (–)  0 (–)  3 (16,7%)   
Basal e parabasal  17 (100,0%)  15 (100,0%)  15 (83,3%)   
N  17  15  18   
Linfócitos
Presença        – 
Negativa  0 (–)  0 (–)  0 (–)   
Positiva  14 (100,0%)  19 (100,0%)  15 (100,0%)   
N válido  14  19  15   
Intensidade dominante        0,731a 
Sem reação  5 (35,7%)  3 (15,8%)  2 (13,3%)   
Reação fraca  4 (28,6%)  10 (52,6%)  8 (53,3%)   
Reação moderada  4 (28,6%)  4 (21,1%)  4 (26,7%)   
Reação forte  1 (7,1%)  2 (10,5%)  1 (6,7%)   
N  14  19  15   
a

Teste Exato de Fisher.

b

Teste de Kruskal‐Wallis.

Tabela 3.

Dados de anticorpos MMP2 de acordo com os grupos avaliados

Variáveis  Controle  AFF  LPP  p‐valor 
Glândulas sebáceas
% de células positivas        – 
Mín/máx  100,0/100,0  100,0/100,0  100,0/100,0   
Mediana [Q1; Q3]  100,0 [100,0; 100,0]  100,0 [100,0; 100,0]  100,0 [100,0; 100,0]   
Desvio padrão  100,0 (0)  100,0 (0)  100,0 (0)   
N  19  13  16   
Intensidade dominante        0,602a 
Sem reação  0 (–)  0 (–)  0 (–)   
Reação fraca  0 (–)  0 (–)  0 (–)   
Reação moderada  1 (5,3%)  2 (15,4%)  2 (12,5%)   
Reação forte  18 (94,7%)  11 (84,6%)  14 (87,5%)   
N  19  13  16   
Local         
Bulbo  3 (15,8%)  5 (38,5%)  1 (6,2%)  0,103a 
Cabelo solitário  0 (–)  0 (–)  2 (12,5%)  0,176a 
Cabelo transversal  10 (52,6%)  7 (53,8%)  4 (25,0%)  0,203a 
Parte superior  8 (42,1%)  3 (23,1%)  8 (50,0%)  0,323a 
N  19  13  16   
Escore de Klein        0,625b 
Mín/máx  6,0/9,0  6,0/9,0  6,0/9,0   
Mediana [Q1; Q3]  9,0 [9,0; 9,0]  9,0 [9,0; 9,0]  9,0 [9,0; 9,0]   
Desvio‐padrão  8,8 (0,7)  8,5 (1,1)  8,6 (1,0)   
N  19  13  16   
Folículo capilar
% de células positivas        0,360b 
Mín/máx  100,0/100,0  70,0/100,0  90,0/100,0   
Mediana [Q1; Q3]  100,0 [100,0; 100,0]  100,0 [100,0; 100,0]  100,0 [100,0; 100,0]   
Desvio padrão  100,0 (0)  98,0 (7,0)  99,4 (2,4)   
N  20  20  18   
Intensidade dominante        0,883a 
Sem reação  0 (–)  0 (–)  0 (–)   
Reação fraca  2 (10,0%)  3 (15,0%)  3 (16,7%)   
Reação moderada  12 (60,0%)  9 (45,0%)  9 (50,0%)   
Reação forte  6 (30,0%)  8 (40,0%)  6 (33,3%)   
N  20  20  18   
Escore de Klein        0,914b 
Mín/máx  3,0/9,0  3,0/9,0  3,0/9,0   
Mediana [Q1; Q3]  6,0 [6,0; 9,0]  6,0 [6,0; 9,0]  6,0 [6,0; 9,0]   
Desvio‐padrão  6,6 (1,8)  6,8 (2,1)  6,5 (2,1)   
N  20  20  18   
Queratinócitos
% de células positivas        0,387b 
Mín/máx  100,0/100,0  100,0/100,0  10,0/100,0   
Mediana [Q1; Q3]  100,0 [100,0; 100,0]  100,0 [100,0; 100,0]  100,0 [100,0; 100,0]   
Média (DP)  100,0 (0)  100,0 (0)  95,5 (20,1)   
N válido  18  20  20   
Intensidade dominante        0,933a 
Sem reação  0 (–)  0 (–)  0 (–)   
Reação fraca  3 (16,7%)  4 (20,0%)  5 (25,0%)   
Reação moderada  9 (50,0%)  10 (50,0%)  11 (55,0%)   
Reação forte  6 (33,3%)  6 (30,0%)  4 (20,0%)   
N  18  20  20   
Escore de Klein        0,575b 
Mín/máx  3,0 / 9,0  3,0 / 9,0  1,0 / 9,0   
Mediana [Q1; Q3]  6,0 [6,0; 9,0]  6,0 [6,0; 9,0]  6,0 [5,2; 6,0]   
Desvio padrão  6,5 (2,1)  6,3 (2,2)  5,8 (2,2)   
N  18  20  20   
Camada        – 
Basal  0 (–)  0 (–)  0 (–)   
Basal e parabasal  18 (100,0%)  20 (100,0%)  20 (100,0%)   
N  18  20  20   
Linfócitos
Presença        – 
Negativa  0 (–)  0 (–)  0 (–)   
Positiva  13 (100,0%)  19 (100,0%)  13 (100,0%)   
N válido  13  19  13   
Intensidade dominante        0,086a 
Sem reação  0 (–)  0 (–)  0 (–)   
Reação fraca  0 (–)  1 (5,3%)  3 (23,1%)   
Reação moderada  1 (7,7%)  3 (15,8%)  4 (30,8%)   
Reação forte  12 (92,3%)  15 (78,9%)  6 (46,2%)   
N  13  19  13   
a

Teste Exato de Fisher.

b

Teste de Kruskal‐Wallis.

A LPP e a AFF são alopecias cicatriciais linfocíticas primárias nas quais as áreas infundibular inferior e ístmica do folículo piloso são afetadas, principalmente a região onde as células‐tronco foliculares estão localizadas.2

Observou‐se que muitos pacientes em seguimento por LPP e AFF, sem sintomas ou sinais inflamatórios, continuam com a progressão da área de alopecia.1

Wong e Goldberg8 encontraram diferenças estatisticamente significantes na extensão do infiltrado inflamatório abaixo do istmo em pacientes com AFF em comparação com LPP (92% vs. 63%; p=0,02), mas não encontraram diferenças na intensidade do infiltrado inflamatório entre as duas doenças.

Embora a fisiopatologia de ambas as doenças permaneça desconhecida, a etiologia autoimune é a mais provável. No entanto, o aumento drástico na incidência de AFF na última década levou os pesquisadores a também postularem forte etiologia ambiental potencial para essa doença.2

Recomenda‐se que pacientes com AFF/LPP evitem o uso diário de protetores solares químicos e/ou protetores solares contendo dióxido de titânio. Além disso, evitar alérgenos em geral é importante para controlar os sintomas no couro cabeludo.9

No carcinoma de células escamosas da cavidade oral, observa‐se aumento na expressão de MMPs, que desempenham papel importante na progressão tumoral. As MMP‐2 e MMP‐9 são importantes na clivagem do colágeno tipo IV, facilitando a ruptura da membrana basal e a migração de células displásicas.4

Apesar da expressão de MMP‐2 observada principalmente na faixa linfocítica da lâmina própria no líquen plano oral,4 ela não foi observada nos pacientes com LPP ou AFF no presente estudo.

A MMP‐1 afeta positivamente o processo de cicatrização e reduz a formação de cicatrizes indesejadas. Portanto, a MMP‐1 pode ser potencialmente usada para prevenir ou tratar a cicatriz hipertrófica.10

Os autores acreditam que as MMPs aumentam em situações em que há degradação do colágeno e ruptura da zona da membrana basal, mas nas alopecias cicatriciais há principalmente acúmulo dessa substância na zona perifolicular e fibrose.

Uma limitação importante da imuno‐histoquímica padrão ao estudar MMPs é que ela detecta a presença e a localização da proteína (quantidade total, ativa e inativa), mas não fornece informações sobre sua atividade enzimática, que a zimografia mede.

A MMP‐1 e a MMP‐2 provavelmente não são mediadoras na patogênese da AFF e do LPP.

ORCID ID

Adilson Costa: 0000‐0003‐0873‐6840

Emily Ferreira Salles Pilar: 0000‐0003‐3417‐3586

Julio Cesar Moraes: 0009‐0006‐4296‐6550

Isabel Cristina Gomes Moura: 0000‐0002‐5549‐3426

Moisés Salgado Pedrosa: 0000‐0003‐0422‐9948

Suporte financeiro

O estudo recebeu apoio financeiro do Fundo de Apoio à Dermatologia (FUNADERM) da Sociedade Brasileira de Dermatologia.

Contribuição dos autores

Renata Indelicato Zac: Concepção e planejamento do estudo; obtenção de dados, ou análise e interpretação dos dados; análise estatística; elaboração e redação do manuscrito ou revisão crítica de conteúdo intelectual relevante; obtenção, análise e interpretação dos dados; participação efetiva na orientação da pesquisa; participação intelectual em conduta propedêutica e/ou terapêutica de casos estudados; revisão crítica da literatura; aprovação da versão final do manuscrito.

Adilson Costa: Concepção e planejamento do estudo; obtenção de dados, ou análise e interpretação dos dados; análise estatística; elaboração e redação do manuscrito ou revisão crítica de conteúdo intelectual relevante; obtenção, análise e interpretação dos dados; participação efetiva na orientação da pesquisa; participação intelectual em conduta propedêutica e/ou terapêutica de casos estudados; revisão crítica da literatura; aprovação da versão final do manuscrito.

Emily Ferreira Salles Pilar: Obtenção de dados, ou análise e interpretação dos dados; obtenção, análise e interpretação dos dados.

Julio Cesar Moraes: Obtenção de dados, ou análise e interpretação dos dados; obtenção, análise e interpretação dos dados.

Isabel Cristina Gomes Moura: Análise estatística.

Moisés Salgado Pedrosa: Obtenção de dados, ou análise e interpretação dos dados; obtenção, análise e interpretação dos dados.

Disponibilidade de dados de pesquisa

Todo o conjunto de dados que dá suporte aos resultados deste estudo foi publicado no próprio artigo.

Conflito de interesses

Nenhum.

Editor

Sílvio Alencar Marques

Agradecimentos

Os autores agradecem ao Fundo de Apoio a Dermatologia (FUNADERM) da Sociedade Brasileira de Dermatologia pelo apoio financeiro.

Referências
[1]
C.O.C. Fechine, N.Y.S. Valente, R. Romiti.
Lichen planopilaris and frontal fibrosing alopecia: review and update of diagnostic and therapeutic features.
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I. Doche, R. Romiti, M.K. Hordinsky, N.S. Valente.
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Exp Dermatol., 29 (2020), pp. 278-281
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T.C.P.C. Andrade, T.Y. Martins, A.M.N. Oliveira, T.M. Santiago, C.T. Soares, S. Nakandakari.
Lichen planopilaris: the importance of early diagnosis.
Surg Cosmet Dermatol., 9 (2017), pp. 72-75
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Como citar este artigo: Zac RI, Costa A, Pilar EFS, Moraes JC, Moura ICG, Pedrosa MS. Immunohistochemical analysis of MMP‐1 and 2 in patients with lichen planopilaris and frontal fibrosing alopecia. An Bras Dermatol. 2026;101:501359.

Trabalho realizado na Clínica Renata Zac, Belo Horizonte, MG, Brasil e Instituto de Assistência Médica do Servidor Público Estadual de São Paulo, São Paulo, SP, Brasil.

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