A micose fungoide (MF) é o tipo mais comum de linfoma cutâneo de células T. As Janus quinases são tirosina quinases intracelulares que recentemente demonstraram ter papel crucial na patogênese e progressão de diversas doenças dermatológicas.
Objetivo: O objetivo deste estudo foi investigar a expressão imuno‐histoquímica da Janus quinase 1 (JAK1) e da Janus quinase 3 (JAK3) na pele de pacientes com micose fungoide.
MétodosO presente estudo incluiu 46 pacientes com MF em estágio inicial, sete pacientes com MF em estágio avançado e 53 amostras de controle. A coloração imuno‐histoquímica utilizando anticorpos monoclonais JAK1 e JAK3 foi realizada em amostras de pele obtidas de pacientes e controles. A avaliação da expressão gênica de JAK1 e JAK3 por RT‐PCR será incluída na Parte 2 do estudo.
ResultadosA expressão imuno‐histoquímica de JAK1 foi nuclear e a de JAK3 foi citoplasmática em pacientes com MF. Os índices de imunorreatividade para JAK1 e JAK3 em pacientes com MF foram significantemente maiores do que em controles saudáveis (p <0,001 e <0,001, respectivamente). Os índices de imunorreatividade para JAK1 e JAK3 foram significantemente maiores no estágio tumoral do que nos estágios de manchas e placas da MF (P7 = 0,001 e 0,004, respectivamente).
Limitações do estudoEste estudo é limitado pelo tamanho relativamente pequeno da amostra de algumas variantes clínicas da MF, particularmente formas avançadas como a MF eritrodérmica e no estágio tumoral. Mais estudos são necessários para avaliar a expressão de JAK1 e JAK3 após intervenções terapêuticas, incluindo fototerapia e inibidores de JAK.
ConclusõesJAK1 e JAK3 foram expressos significantemente em lesões cutâneas de MF em comparação com controles normais. JAK1 e JAK3 foram mais expressos no estágio tumoral do que nos estágios de manchas e placas da MF, sugerindo que JAK1 e JAK3 podem desempenhar papel crucial na patogênese, progressão e prognóstico da MF.
A micose fungoide (MF) é o subtipo mais comum de linfoma cutâneo, representando cerca de 50% de todos os linfomas que surgem primariamente na pele.1 Sua causa é incerta, mas várias hipóteses são propostas. A MF resulta da transformação maligna de células T de memória efetoras residentes na pele.2,3
Clinicamente, a MF geralmente está associada a curso clínico indolente prolongado, no qual os casos progridem por três fases clínicas: manchas, placas e tumores.1 Recentemente, a dermatoscopia tem sido considerada auxílio confirmatório no diagnóstico de MF.4 Histopatologicamente, a MF é caracterizada por proliferação epidermotrópica de linfócitos cerebriformes pleomórficos de pequeno a médio porte, formando coleções intraepidérmicas, os chamados microabscessos de Pautrier.2,5
As Janus quinases (JAKs) são tirosina quinases intracelulares ligadas a domínios intracelulares de muitos receptores de citocinas e estão envolvidas na transdução de sinal de vários receptores de citocinas. Existem quatro isoformas de JAK: JAK1, JAK2, JAK3 e tirosina quinase‐2 (TYK2). Diferentes famílias de receptores de citocinas utilizam isoformas específicas de JAK para transdução de sinal. A fosforilação de JAK quando a citocina se liga ao seu receptor leva à fosforilação das proteínas transdutoras de sinal e ativadoras de transcrição (STAT, do inglês signal transducer and activator of transcription), que dimerizam e então se translocam para o núcleo para regular diretamente a expressão gênica.6
As JAKs desempenham papel crucial na patogênese de algumas doenças imunomediadas, incluindo artrite reumatoide, lúpus eritematoso sistêmico e artrite psoriásica.7 Os inibidores de JAK demonstraram eficácia no tratamento de doenças dermatológicas como dermatite atópica, alopecia areata, psoríase e vitiligo.8
A desregulação da sinalização da via JAK/STAT é característica importante das células T malignas e tem sido implicada na patogênese de uma ampla variedade de malignidades de células T, incluindo leucemia/linfoma de células T do adulto e leucemia linfoblástica aguda de precursor precoce de células T.9 O presente estudo pode ajudar a compreender o papel da JAK na patogênese, prognóstico e gravidade da MF.
Pacientes e métodosApós aprovação do Comitê de Ética em Pesquisa (aprovação n° 33254/07/19), o presente estudo caso‐controle foi conduzido com 53 pacientes com diferentes variantes clínicas de MF, além de 53 voluntários saudáveis como grupo controle. O estudo incluiu casos de MF recém‐diagnosticados ou previamente diagnosticados que não receberam nenhum tratamento sistêmico, tópico ou fototerapia por pelo menos três meses, que concordaram em participar do estudo e assinaram o termo de consentimento livre e esclarecido. Gestantes ou lactantes, pacientes com doenças dermatológicas ou sistêmicas associadas foram excluídos. Os pacientes foram recrutados no ambulatório local de Dermatologia e Venereologia e no departamento de Oncologia Clínica.
Todos os pacientes foram submetidos a anamnese completa, incluindo idade e sexo, exame físico geral completo para detecção de quaisquer doenças sistêmicas associadas, exames laboratoriais de rotina, histórico atual da doença, incluindo início, evolução e duração das lesões cutâneas, localização das lesões e sintomas associados: prurido, dor e descamação.
Avaliação clínica de pacientes com MFExames dermatológicos detalhados foram realizados para determinar a variante clínica, a distribuição e a extensão da MF e para avaliar a gravidade da doença usando o sistema de classificação TNMB.10 A área da superfície corporal afetada nos pacientes foi calculada usando a palma da mão do paciente (a palma sem os dedos) para representar 0,5% da área da superfície corporal.11 Fotografias digitais clínicas das lesões de pele de todos os pacientes foram tiradas usando câmera digital Sony cyber‐shot DSC‐WX 300 (zoom óptico de 20× – 18,2 megapixels). Os exames de imagem para estadiamento da MF incluíram ultrassonografia abdominopélvica, ultrassonografia cervical, axilar e inguinal para avaliação dos linfonodos (se clinicamente comprometidos) e tomografia computadorizada de tórax. Os linfonodos aumentados foram excisados e biopsiados para classificação histopatológica holandesa dos linfonodos no Departamento de Oncologia Clínica.
Avaliação histopatológica de pacientes com MFAmostras de biopsia de pele por punch de 4mm foram coletadas da pele lesional de cada paciente para a preparação de blocos em parafina, e então cinco cortes histológicos de 3 a 4μm de espessura foram colocados em lâminas de vidro. Um corte foi corado com Hematoxilina & eosina (H&E), e quatro cortes foram montados em lâminas com carga positiva e armazenados à temperatura ambiente para coloração imuno‐histoquímica para CD3, CD4, JAK1 e JAK3.
Coloração com Hematoxilina & eosinaFoi realizada para confirmação do diagnóstico clínico e classificação da MF clássica em estágios de manchas, placas e tumores, de acordo com a densidade do infiltrado linfocítico dérmico. A graduação da atipia linfocítica nas lesões cutâneas da MF, para linfócitos epidérmicos e dérmicos, baseou‐se no exame de toda a secção para avaliar o número e o tamanho dos linfócitos. O escore foi realizado utilizando os critérios de características histopatológicas da MF propostos por Guitart et al.,12 conforme descrito a seguir:
Grau de atipia linfocítica (para linfócitos epidérmicos e dérmicos): 0: sem atipia; 1: atipia leve (células pequenas e intermediárias); 2: atipia moderada (células pequenas, intermediárias e grandes células atípicas); 3: células uniformemente atípicas ou pleomórficas, muitas figuras mitóticas, poucos linfócitos reativos pequenos e redondos. Os linfócitos são, em sua maioria, de tamanho intermediário e/ou grande.
A coloração imuno‐histoquímica de cortes de tecido utilizou imunomarcadores CD3 e CD4 para confirmação do diagnóstico clínico. A intensidade da coloração foi classificada qualitativamente como negativa (–), fraca (+), moderada (++) e forte (+++) com base nas observações do patologista.
Coloração imuno‐histoquímica de cortes de tecido utilizando anticorpos monoclonais marcadores de JAKAnticorpo monoclonal JAK1: peptídeo sintético de camundongo de JAK1 na faixa de AA 960‐1040 (código do produto: CSB‐MA919964, Cusabio Technology LLC).
Anticorpo JAK3: peptídeo sintético derivado de JAK3 humano em torno do sítio de não fosforilação Y785 (código do produto: CSB‐PA011293, Cusabio Technology LLC).
Teste de validação dos anticorposPara validar o desempenho dos anticorpos e excluir a possibilidade de ligação inespecífica, foram utilizadas amostras de controle positivo, incluindo tecido de carcinoma mamário para JAK1 e tecido cutâneo com psoríase para JAK3.
As lâminas foram submetidas à desparafinização em xileno e reidratação por meio de uma série gradual de álcool, seguida do bloqueio da atividade da peroxidase endógena por imersão em peróxido de hidrogênio a 3%/metanol, e posterior recuperação antigênica. A incubação com os anticorpos primários foi realizada por 30 minutos à temperatura ambiente, utilizando as seguintes diluições: 1:200 e 1:1200 para os anticorpos JAK1 e JAK3, respectivamente. Após lavagem com solução salina tamponada com fosfato, as lâminas foram incubadas por 30 minutos à temperatura ambiente com IgG universal anticamundongo ou anticoelho (anticorpo secundário conjugado com biotina) conjugado a um polímero marcado com peroxidase de estreptavidina (NeoMarkers Biotechnology). As reações foram reveladas com cromógeno 3,3’‐diaminobenzidina e contracoradas com hematoxilina por 10 segundos, e então lavadas diversas vezes com água deionizada. As secções foram desidratadas em álcool a 95% e depois clarificadas em xileno. O excesso de xileno foi então removido e foram aplicadas uma a duas gotas de meio de montagem permanente e lamínula de vidro.13 As lâminas foram montadas, e as imagens foram obtidas utilizando o microscópio Leica DM500.
A expressão de JAK1 foi detectada como coloração marrom homogênea nos núcleos de queratinócitos e linfócitos na epiderme e derme, respectivamente, além do revestimento endotelial dos vasos sanguíneos dérmicos, folículos pilosos, glândulas e ductos écrinos, células nervosas e fibroblastos (expressão nuclear). Já a expressão de JAK3 foi detectada como coloração marrom homogênea no citoplasma de queratinócitos na epiderme e linfócitos na derme, e similarmente no revestimento endotelial dos vasos sanguíneos dérmicos, folículos pilosos, glândulas e ductos écrinos, células nervosas e fibroblastos (expressão citoplasmática).
Escore da expressão de JAK1 e JAK3 em biópsias de tecidoOs escores foram baseados no exame de toda a secção em cada biopsia, e a imunomarcação foi pontuada de acordo com o índice de imunorreatividade (IRS).14 O IRS é o resultado da multiplicação dos escores ordinais para distribuição e intensidade da imunomarcação. Ele combina dois parâmetros: a porcentagem de células positivas e a intensidade da coloração. Porcentagem de células positivas (A): 0=sem células positivas; 1=<10% de células positivas; 2=10% a 50% de células positivas; 3=51% a 80% de células positivas; 4=> 80% de células positivas. Intensidade da coloração (B): 0=sem reação de cor; 1=reação leve; 2=reação moderada; 3=reação intensa. Cálculo do escore IRS: escore IRS=A × B=0–12. Interpretação do escore IRS: 0–1=negativo; 2–3=expressão leve; 4–8=expressão moderada; 9–12=expressão fortemente positiva.
A avaliação quantitativa da expressão de JAK1 e JAK3 foi realizada usando o escore IRS, com foco principal nos linfócitos epidérmicos e dérmicos. Outros tipos celulares, incluindo queratinócitos, células endoteliais de vasos sanguíneos, glândulas écrinas, folículos pilosos e células nervosas, foram descritos, mas não incluídos no escore principal do IRS.
A reação em cadeia da polimerase com transcrição reversa quantitativa em tempo real (RT‐PCR) para JAK1 e JAK3 após extração de RNA total do tecido embebido em parafina foi realizada e a metodologia será explicada em detalhes na Parte 2.
Análise estatísticaOs dados foram analisados utilizando o pacote de software IBM SPSS versão 20.0 (Armonk, NY: IBM Corp). Os dados categóricos foram representados como números e porcentagens. O teste do Qui‐quadrado foi aplicado para comparar dois grupos. Alternativamente, o teste exato de Fisher foi aplicado quando mais de 20% das células apresentaram contagem esperada inferior a 5; o teste de Monte Carlo foi aplicado quando mais de 20% das células apresentaram contagem esperada inferior a 5; o teste t de Student foi utilizado para comparar dois grupos para variáveis quantitativas com distribuição normal, enquanto a ANOVA foi utilizada para comparar os quatro grupos estudados. Por outro lado, o teste de Mann‐Whitney foi utilizado para comparar dois grupos para variáveis quantitativas sem distribuição normal, e o teste de Kruskal‐Wallis foi utilizado para comparar diferentes grupos para variáveis quantitativas sem distribuição normal, seguido pelo teste post hoc (teste de Dunn para comparações múltiplas) para comparação aos pares. O coeficiente de Spearman foi utilizado para correlacionar variáveis quantitativas sem distribuição normal, e o coeficiente de Pearson para correlacionar duas variáveis quantitativas com distribuição normal. A significância dos resultados obtidos foi considerada ao nível de 5%.
ResultadosO presente estudo caso‐controle incluiu 53 pacientes com MF e 53 controles saudáveis. Os dados demográficos dos pacientes e os achados de H&E, com comparação entre pacientes com MF e controles de acordo com idade e sexo, estão ilustrados na tabela 1. As amostras de controle mostraram epiderme normal e apenas um infiltrado mononuclear perivascular dérmico superficial ocasional foi detectado em alguns casos.
Distribuição de pacientes com micose fungoide de acordo com dados clínicos e histopatológicos (n=53)
| Idade dos pacientes com MF (anos) | |
| Média ± DP | 39,5 ± 17,7 |
| Mediana (mín. – máx.) | 44 (5 – 70) |
| Sexo dos pacientes com MF, n (%) | |
| Masculino | 18 (34,0%) |
| Feminino | 35 (66,0%) |
| Idade dos controles normais (anos) | |
| Média ± DP | 42,6 ± 12,3 |
| Mediana (mín. – máx.) | 45 (18 – 65) |
| Sexo dos controles normais | |
| Masculino | 15(28,3%) |
| Feminino | 38(71,7%) |
| Duração das lesões (em anos) | |
| < 5 | 34 (64,2%) |
| 5 – 10 | 16 (30,2%) |
| > 10 | 3 (5,7%) |
| Média ± DP. | 4,82 ± 5,23 |
| Mediana (mín. – máx.) | 3 (0,08 – 25) |
| Tipo clínico, n (%) | |
| MF clássica (estágio de mancha) | 10 (18,9%) |
| MF clássica (estágio de placa) | 9 (17%) |
| MF clássica (estágio de tumor) | 3 (5,7%) |
| MF hipopigmentada | 16 (30,2%) |
| MF hiperpigmentada | 7 (13,2%) |
| MF poiquilodérmica | 5 (9,4%) |
| MF eritrodérmica | 3 (5,7%) |
| História familiar, n (%) | |
| Negativa | 53 (100%) |
| Positiva | 0 (0%) |
| Dados histopatológicos | N° de pacientes (%) |
| Epidermotropismo | 51 (96,2%) |
| Infiltrado linfocítico dérmico | 53 (100%) |
| Infiltrado linfocítico dérmico papilar | 50 (94,3%) |
| Infiltrado linfocítico dérmico papilar e reticular | 3 (5,7%) |
| Grau de atipia linfocítica | |
| Leve (1) | 31 (58,5%) |
| Moderada (2) | 17 (32,1%) |
| Grave (3) | 5 (9,4%) |
| Microabcesso de Pautrier | 9 (17%) |
| Atrofia epidérmica | 5 (9,4%) |
| Vascularidade proeminente | 9 (17,0%) |
| Hiperpigmentação basal e melanófagos dérmicos | 12 (22,6%) |
MF, micose fungoide.
Considerando a relação entre os tipos clínicos de MF, dados histopatológicos por H&E e estadiamento em pacientes com MF, todos os pacientes com MF apresentaram epidermotropismo, exceto dois pacientes com MF em estágio tumoral, que não o apresentaram. Todos os tipos clínicos de MF apresentaram infiltrado linfocítico dérmico papilar, enquanto os três pacientes com MF em estágio tumoral apresentaram infiltrado linfocítico dérmico reticular adicional. Em relação ao grau de atipia linfocítica em diferentes tipos clínicos de MF, houve aumento estatisticamente significante no grau de atipia linfocítica na MF em estágio tumoral em comparação com outros tipos clínicos (p=0,001). Estatisticamente, a incidência de microabscessos de Pautrier foi significantemente maior no estágio de placa da MF (77,8%) do que em outros tipos clínicos (p <0,001). Atrofia epidérmica foi observada em todos os pacientes com MF poiquilodérmica. Vascularização proeminente foi detectada em todos os pacientes com MF poiquilodérmica e eritrodérmica, e em um paciente (11,1%) com MF no estágio de placa, com aumento estatisticamente significante nos casos de MF poiquilodérmica e eritrodérmica em comparação com outros tipos de MF (p <0,001). A hiperpigmentação basal e os melanófagos apresentaram aumento estatisticamente significante em pacientes com MF hiperpigmentada e poiquilodérmica em comparação com outros tipos de MF (p <0,001; tabela 2).
Relação entre o tipo clínico com os dados histopatológicos e o estadiamento em pacientes com micose fungoide (n=53)
| Tipo clínico | χ2 | MCp | |||||||
|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|
| MF clássico (estágio de mancha)(n = 10) | MF clássica (placas)(n = 9) | MF clássica (tumores)(n = 3) | MF Hipopigmentada(n = 16) | MF Hiperpigmentada(n = 7) | MF Poiquilodérmica(n = 5) | MF Eritrodérmica(n = 3) | |||
| Dados histopatológicos | |||||||||
| Epidermotropismo | 10 (100%) | 9 (100%) | 1 (33,3%) | 16 (100%) | 7 (100%) | 5 (100%) | 3(100%) | 12,071a | 0,004a |
| Infiltrado linfocítico dérmico | |||||||||
| Infiltrado linfocítico dérmico papilar | 10 (100%) | 9 (100%) | 0 (0%) | 16 (100%) | 7 (100%) | 5 (100%) | 3 (100,0%) | 17,621a | < 0,001a |
| Infiltrado linfocítico dérmico papilar e reticular | 0 (0%) | 0 (0%) | 3 (100,0%) | 0 (0%) | 0 (0%) | 0 (0%) | 0 (0%) | ||
| Grau de atipia linfocítica | |||||||||
| Leve (1) | 9 (90,0%) | 3 (33,3%) | 0 (0,0%) | 11 (68,8%) | 5 (71,4%) | 3 (60,0%) | 0 (0,0%) | 25,228a | 0,001a |
| Moderada (2) | 1 (10,0%) | 5 (55,6%) | 0 (0,0%) | 5 (31,3%) | 2 (28,6%) | 2 (40,0%) | 2 (66,7%) | ||
| Grave (3) | 0 (0,0%) | 1 (11,1%) | 3 (100,0%) | 0 (0,0%) | 0 (0,0%) | 0 (0,0%) | 1 (33,3%) | ||
| Microabcesso de Pautrier | 0 (0%) | 7 (77,8%) | 1 (33,3%) | 0 (0%) | 0 (0%) | 0 (0%) | 1 (33,3%) | 24,536a | < 0,001a |
| Atrofia epidérmica | 0 (0%) | 0 (0%) | 0 (0%) | 0 (0%) | 0 (0%) | 5 (100%) | 0 (0%) | 24,417a | < 0,001* |
| Vascularização proeminente | 0 (0%) | 1 (11,1%) | 0 (0%) | 0 (0%) | 0 (0%) | 5 (100%) | 3 (100%) | 31,703a | < 0,001a |
| Hiperpigmentação basal e melanófagos dérmicos | 0 (0%) | 0 (0%) | 0(0%) | 0 (0%) | 7 (100%) | 5 (100%) | 0 (0%) | 42,990a | < 0,001a |
| Estadiamento | |||||||||
| MF em estágio inicial | 10 (100%) | 8 (88,9%) | 0 (0%) | 16 (100%) | 7 (100%) | 5 (100%) | 0 (0%) | 26,227a | < 0,001a |
| MF em estágio avançado | 0 (0%) | 1 (11,1%) | 3 (100%) | 0 (0%) | 0 (0%) | 0 (0%) | 3 (100%) | ||
χ2, teste de qui‐quadrado; MC, Monte Carlo; p, valor p para comparação entre as diferentes categorias; MF, micose fungoide.
Em pacientes com MF, a expressão de JAK1 foi detectada como coloração marrom homogênea nos núcleos de queratinócitos e linfócitos, bem como na epiderme e derme, além do revestimento endotelial dos vasos sanguíneos dérmicos, folículos pilosos, glândulas e ductos écrinos, células nervosas e fibroblastos (expressão nuclear). Já a expressão de JAK3 foi detectada como coloração marrom homogênea no citoplasma de queratinócitos na epiderme e linfócitos na derme, e similarmente no revestimento endotelial dos vasos sanguíneos dérmicos, folículos pilosos, glândulas e ductos écrinos, células nervosas e fibroblastos (expressão citoplasmática). A imunomarcação foi pontuada de acordo com o IRS (fig. 1). Embora JAK1 e JAK3 tenham sido detectados em queratinócitos, vasos sanguíneos, glândulas écrinas e outras células não linfoides, o escore do IRS concentrou‐se principalmente em linfócitos epidérmicos e dérmicos, que são as principais células efetoras na MF. A expressão em outros tipos celulares foi descrita qualitativamente para fornecer contexto sobre o microambiente tumoral.
Expressão de JAK1 em pacientes com micose fungoide (MF). (A) Forte expressão nuclear de JAK1 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=12 (imunomarcação para JAK1, 200×). (B) Expressão nuclear moderada de JAK1 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=6 (imunomarcação para JAK1, 200×). (C) Expressão nuclear de JAK1 em células endoteliais na parede dos vasos sanguíneos e linfócitos perivasculares. (D) Forte expressão nuclear de JAK1 na parede dos folículos pilosos e infiltrado linfocítico perifolicular. (E) Expressão nuclear positiva de JAK1 em glândulas e dutos écrinos. (F) Expressão nuclear positiva de JAK1 em fibras nervosas. Expressão de JAK3 em pacientes com MF. (G) Forte expressão citoplasmática de JAK3 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=9 (imunomarcação para JAK3, 200×). (H) Expressão citoplasmática moderada de JAK3 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=6 (imunomarcação para JAK3, 200×). (I) Expressão citoplasmática leve de JAK3 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=3 (imunomarcação para JAK3, 200×). (J) Numerosos vasos sanguíneos dilatados com marcação positiva para JAK3 nas células endoteliais da parede. (K) Expressão citoplasmática positiva de JAK3 na glândula e dutos écrinos. (L) JAK3 positivo em fibras nervosas (expressão citoplasmática). Expressão de JAK1 e JAK3 em controles normais. (M) Expressão nuclear leve de JAK1, IRS=2 (imunomarcação para JAK1, 200×). (N) Expressão citoplasmática leve de JAK3, IRS=3. Observa‐se maior intensidade de expressão na camada basal da epiderme. (O) Observe a fraca marcação positiva no revestimento endotelial dos vasos sanguíneos dérmicos.
As amostras de pele controle mostraram expressão nuclear de JAK1 e citoplasmática de JAK3. Observou‐se maior intensidade de expressão de JAK1 e JAK3 na camada basal da epiderme. Observou‐se coloração positiva fraca nas células endoteliais que revestem a parede dos vasos sanguíneos e glândulas écrinas (fig. 1).
A expressão da JAK em pacientes com MF foi comparada com controles saudáveis usando imuno‐histoquímica. Em relação ao IRS para JAK1, houve aumento estatisticamente significante em pacientes com MF em comparação com os controles, com valor de p <0,001. Por outro lado, o IRS para JAK3 mostrou aumento estatisticamente significante em pacientes com MF em comparação com os controles, com valor de p <0,001 (tabela 3).
Comparação entre pacientes com micose fungoide e controles de acordo com o escore de imunorreatividade para JAK1 e JAK3 (todos os pacientes)
| Pacientes com MF(n = 53) | Controles(n = 53) | U | p | |
|---|---|---|---|---|
| IRS JAK1 | ||||
| Média ± DP. | 8,4 ± 2 | 2,5 ± 0,5 | 0,0a | < 0,001a |
| Mediana (mín. – máx.) | 9 (6 – 12) | 2 (2 – 3) | ||
| IRS JAK3 | ||||
| Média ± DP. | 5,1 ± 2 | 3 ± 0 | 424,0a | < 0,001a |
| Mediana (mín. – máx.) | 6 (3 – 12) | 3 (3 – 3) |
DP, desvio padrão; U, teste de Mann‐Whitney; p, valor p para comparação entre pacientes com MF e controles; MF, micose fungoide; IRS, índice de imunorreatividade.
Houve aumento estatisticamente significante do IRS de JAK1 no estágio de placa em comparação com o estágio de mancha (P1=0,001) e aumento estatisticamente significante no estágio tumoral em comparação com o estágio de mancha (P2=0,001), sem diferença significante entre os estágios de placa e tumoral (P3=0,313). Ao comparar os estágios de mancha, placa e tumoral da MF, houve diferença significante, com maior expressão de JAK1 no estágio tumoral em comparação com os estágios de mancha e placa (P7=0,001; tabela 4, figs. 2 e 3). O IRS de JAK1 foi maior no estágio tumoral da MF do que na MF hipopigmentada, com diferença estatisticamente significante (P4=0,002). O IRS de JAK1 foi maior em MF hiperpigmentada do que em MF hipopigmentada, sem diferença estatisticamente significante (P5=0,974). Ao comparar o IRS de JAK1 em MF hipopigmentada, hiperpigmentada, poiquilodérmica e eritrodérmica, não houve diferença estatisticamente significante (P6=0,552). Houve diferenças estatisticamente significantes na expressão de JAK1 entre os diferentes tipos clínicos de MF (p=0,001; tabela 4, figuras 4, 5, 6 e 7).
Relação entre a expressão de JAK por imuno‐histoquímica e os tipos clínicos em pacientes com micose fungoide (n=53)
| Tipo clínico | N | IRS JAK1 | IRS JAK3 | P8 | ||
|---|---|---|---|---|---|---|
| Média ± DP | Mediana (mín. – máx.) | Média ± DP | Mediana (mín. – máx.) | |||
| MF clássica (estágio de mancha) | 10 | 7,20 ± 1,55 | 6,0b,c (6,0 – 9,0) | 4,50 ± 1,35 | 4.0b,c (3,0 – 6,0) | 0,017a |
| MF clássica (estágio de placa) | 9 | 10,33 ± 1,58 | 9,0 (9,0 – 12,0) | 7,22 ± 1,56 | 8,0 (4,0 – 9,0) | 0,007a |
| MF clássica (estágio de tumor) | 3 | 12,0 ± 0,0 | 12,0 (12,0 – 12,0) | 8,67 ± 3,06 | 8,0 (6,0 – 12,0) | 0,180 |
| MF hipopigmentada | 16 | 7,69 ± 1,54 | 9,0b,c (6,0 – 9,0) | 3,75 ± 1,18 | 3,0b,c (3,0 – 6,0) | < 0,001a |
| MF hiperpigmentada | 7 | 7,71 ± 1,60 | 9,0 (6,0 – 9,0) | 5,14 ± 1,46 | 6,0b (3,0 – 6,0) | 0,034a |
| MF poiquilodérmica | 5 | 7,60 ± 1,52 | 8,0b,c (6,0 – 9,0) | 4,60 ± 1,34 | 4,0b (3,0 – 6,0) | 0,039a |
| MF eritrodérmica | 3 | 9,0 ± 0,0 | 9,0 (9,0 – 9,0) | 5,33 ± 1,15 | 6,0 (4,0 – 6,0) | 0,102 |
| H(p) | 23,366a (0,001a) | 25,199a (< 0,001a) | ||||
| P1 | 0,001a | 0,004a | ||||
| P2 | 0,001a | 0,021a | ||||
| P3 | 0,313 | 0,783 | ||||
| P4 | 0,002a | 0,001a | ||||
| P5 | 0,974 | 0,072 | ||||
| P6 | 0,552 | 0,062 | ||||
| P7 | 0,001a | 0,004a | ||||
H, H para teste de Kruskal‐Wallis foi utilizado para comparações pareadas. Para cada par de grupos, foi realizado o teste post hoc de Dunn (teste de comparações múltiplas); p, ‐valor para comparação entre deferentes tipos clínicos; MF, micose fungoide; IRS, índice de imunorreatividade.
P1: p‐valor para comparação entre o estágio de mancha e o estágio de placa.
P2: p‐valor para comparação entre o estágio de mancha e estágio do tumor.
P3: p‐valor para comparação entre o estágio da placa e estágio do tumor.
P4: p‐valor para comparação entre o estágio de tumor e MF hipopigmentada.
P5: p‐valor para comparação entre MF hipopigmentada e MF hiperpigmentada.
P6: p‐valor para comparação entre MF hipopigmentada, hiperpigmentada, poiquilodérmica e eritrodérmica.
P7: p‐valor para comparação entre os estágios de mancha, placa e tumor.
P8: p valor para o teste de Wilcoxon com postos sinalizados para comparação entre IRS de JAK1 e IRS de JAK3.
Expressão de JAK1 e JAK3 no estágio de manchas de micose fungoide (MF) clássica. (A) MF clássica com múltiplas manchas eritematosas atróficas e descamativas nas costas. (B) Hematoxilina & eosina mostrando infiltrado perivascular de linfócitos atípicos na derme e epidermotropismo basal na epiderme (Hematoxilina & eosina, 200×). (C) Expressão nuclear moderada de JAK1 no infiltrado epidérmico e dérmico. IRS=6, intensidade da coloração=3, porcentagem de células positivas=2 (imunocoloração para JAK1, 200×). (D) Expressão citoplasmática moderada de JAK3 no infiltrado epidérmico e dérmico. IRS=6 (imunomarcação para JAK3, 200×). (E) Micose fungoide clássica com manchas eritematosas disseminadas, ligeiramente atróficas e descamativas no tronco. (F) Hematoxilina & eosina mostrando epidermotropismo pagetoide basal e linfócitos atípicos dérmicos (Hematoxilina & eosina, 200×). (G) Forte expressão nuclear de JAK1 no infiltrado epidérmico e dérmico. IRS=9 (imunomarcação para JAK1, 200×). (H) Expressão citoplasmática moderada de JAK3 no infiltrado epidérmico e dérmico. IRS=4 (imunomarcação para JAK3, 200×).
Expressão de JAK1 e JAK3 no estágio de placa da micose fungoide (MF) clássica. (A) MF clássica com múltiplas placas eritematosas, descamativas e acastanhadas. (B) Hematoxilina & eosina mostrando extenso infiltrado de linfócitos atípicos na derme superior. Observa‐se epidermotropismo evidente e microabscessos de Pautrier (Hematoxilina & eosina, 200×). (C) Forte expressão nuclear de JAK1 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=12 (imunomarcação para JAK1, 200×). (D) Expressão citoplasmática moderada de JAK3 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=8 (imunomarcação para JAK3, 200×). (E) MF clássica com múltiplas manchas e placas vermelho‐acastanhadas. (F) Hematoxilina & eosina mostrando MF em estágio de placa com forte epidermotropismo na epiderme e infiltrado em banda e perivascular de linfócitos atípicos na derme (Hematoxilina & eosina, 40×). (G) Forte expressão nuclear de JAK1 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=9 (imunomarcação para JAK1, 200×). (H) Expressão citoplasmática moderada de JAK3 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=6 (imunomarcação para JAK3, 200×).
Expressão de JAK1 e JAK3 no estágio clássico do tumor de micose fungoide (MF). (A) MF em estágio de tumor com múltiplos nódulos, maiores que 1cm de diâmetro. Alguns desses nódulos surgem sobre placas de MF. (B) Hematoxilina & eosina mostrando denso infiltrado de linfócitos atípicos na derme papilar e reticular. Observa‐se extenso epidermotropismo e microabscessos de Pautrier na epiderme (Hematoxilina & eosina, ×200). (C) Forte expressão nuclear de JAK1 em linfócitos atípicos epidérmicos em microabscessos de Pautrier e infiltrado dérmico, IRS=12 (imunomarcação para JAK1, 200×). (D) Expressão citoplasmática moderada de JAK3 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=6 (imunomarcação para JAK3, 200×). (E) Estágio tumoral de MF com grandes nódulos ulcerados no lado direito do tórax. (F) Hematoxilina & eosina mostrando intenso infiltrado de linfócitos atípicos na derme papilar e reticular sem epidermotropismo (Hematoxilina & eosina, 200×). (G) Forte expressão nuclear de JAK1 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=12. Observe a fraca coloração na epiderme (sem epidermotropismo; imunomarcação para JAK1, 200×). (H) Forte expressão citoplasmática de JAK3 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=12 (imunomarcação para JAK3, 400×).
Expressão de JAK1 e JAK3 em micose fungoide (MF) hipopigmentada. (A) MF hipopigmentada com máculas e manchas hipopigmentadas mal definidas. (B) Hematoxilina & eosina mostrando epidermotropismo e linfócitos atípicos na derme superior (Hematoxilina & eosina, 200×). (C) Forte expressão nuclear de JAK1 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=9 (imunomarcação para JAK1, 200×). (D) Expressão citoplasmática leve de JAK3 no infiltrado epidérmico, IRS=3 (imunomarcação para JAK3, 200×). (E) MF hipopigmentada com manchas hipopigmentadas ligeiramente atróficas no dorso. (F) Hematoxilina & eosina mostrando infiltrado em banda de linfócitos atípicos e epidermotropismo (Hematoxilina & eosina, 200×). (G) Expressão nuclear moderada de JAK1 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=6 (imunomarcação para JAK1, 200×). (H) Expressão citoplasmática moderada de JAK3 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=6 (imunomarcação para JAK3, 200×).
Expressão de JAK1 e JAK3 em micose fungoide (MF) hiperpigmentada. (A) MF hiperpigmentada com manchas hiperpigmentadas dispersas com bordas irregulares mal definidas, algumas delas apresentando leve atrofia no tronco. (B) Hematoxilina & eosina mostrando epidermotropismo de linfócitos atípicos, hiperpigmentação basal e incontinência de melanina na derme (Hematoxilina & eosina, 200×). (C) Expressão nuclear moderada de JAK1 em células epidérmicas e infiltrado dérmico, IRS=6 (imunomarcação para JAK1, 200×). (D) Expressão citoplasmática leve de JAK3 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=3 (imunomarcação para JAK3, 200×). (E) MF hiperpigmentada com manchas descamativas acastanhadas nos membros inferiores. (F) Hematoxilina & eosina mostrando infiltrado dérmico de linfócitos atípicos na derme papilar, linfócitos perivasculares e epidermotropismo. Melanófagos estão presentes na derme superior (Hematoxilina & eosina, 200×). (G) Forte expressão nuclear de JAK1 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=9 (imunomarcação para JAK1, 200×). (H) Expressão citoplasmática moderada de JAK3 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=6 (imunomarcação para JAK3, 200×).
Expressão de JAK1 e JAK3 em micose fungoide (MF) poiquilodérmica. (A) MF poiquilodérmica com rede descamativa pigmentada e telangiectasias. (B) Hematoxilina & eosina mostrando extenso epidermotropismo de linfócitos atípicos na epiderme. Numerosos vasos sanguíneos e linfócitos atípicos são observados na derme (Hematoxilina & eosina, 200×). (C) Expressão nuclear moderada de JAK1 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=6 (imunomarcação para JAK1, 200×). (D) Expressão citoplasmática moderada de JAK3 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=4 (imunomarcação para JAK3, 200×). Expressão de JAK1 e JAK3 em MF eritrodérmica. (E) MF eritrodérmica com descamação generalizada e eritema. (F) Hematoxilina & eosina mostrando epidermotropismo basal na epiderme, infiltrado de linfócitos atípicos e numerosos vasos sanguíneos dilatados na derme (Hematoxilina & eosina, ×200). (G) Forte expressão nuclear de JAK1 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=9 (imunomarcação para JAK1, 200×). (H) Expressão citoplasmática moderada de JAK3 no infiltrado epidérmico e dérmico, IRS=6 (imunomarcação para JAK3, 200×).
Houve aumento estatisticamente significante da expressão de IRS de JAK3 no estágio de placa em comparação com o estágio de mancha (P1=0,004) e aumento estatisticamente significante no estágio tumoral em comparação com o estágio de mancha (P2=0,021), sem diferença significante entre os estágios de placa e tumoral (P3=0,783). Ao comparar os estágios de MF em manchas, placas e tumores, observou‐se diferença estatisticamente significante, com maior expressão de JAK3 no estágio tumoral em comparação aos estágios de manchas e placas (P7=0,004; tabela 4, figs. 2 e 3). O IRS de JAK3 foi maior no estágio tumoral de MF do que no estágio hipopigmentado, com diferença estatisticamente significante (P4=0,001). O IRS de JAK3 foi maior no estágio hiperpigmentado do que no estágio hipopigmentado, sem diferença estatisticamente significante (P5=0,072). Ao comparar o IRS de JAK3 nos estágios hipopigmentado, hiperpigmentado, poiquilodérmico e eritrodérmico de MF, não houve diferença estatisticamente significante (P6=0,062). Houve diferenças estatisticamente significantes nos níveis de IRS de JAK3 entre os diferentes tipos clínicos de MF (p <0,001; tabela 4, figs. 4 a 7).
Comparação entre os IRS de JAK1 e JAK3 em diferentes tipos clínicos de MFNa MF em estágios de manchas e placas, o IRS de JAK1 apresentou aumento estatisticamente significante em comparação ao IRS de JAK3 (p=0,017 e 0,007, respectivamente), enquanto na MF em estágio tumoral, o IRS de JAK1 foi maior que o IRS de JAK3, sem diferença estatisticamente significante (p=0,180). Na MF hipopigmentada, hiperpigmentada e poiquilodérmica, o IRS de JAK1 apresentou aumento estatisticamente significante em comparação ao IRS de JAK3 (p <0,001, p=0,034 e p=0,039, respectivamente), enquanto na MF eritrodérmica, o IRS de JAK1 foi maior que o IRS de JAK3, sem diferença estatisticamente significante (p=0,102; tabela 4).
Relação entre a expressão imuno‐histoquímica de JAK1 e dados histopatológicos em pacientes com MFA média do IRS de JAK1 em pacientes com epidermotropismo foi de 8,22 ± 1,88, enquanto em pacientes com ausência de epidermotropismo (dois casos com estágio tumoral de MF), a média do IRS de JAK1 foi de 12,0 ± 0,0, com aumento estatisticamente significante do IRS de JAK1 em pacientes com ausência de epidermotropismo em comparação com pacientes com epidermotropismo (p=0,017; tabela 5). A média do IRS de JAK1 em pacientes com linfócitos dérmicos papilares e reticulares foi de 12,0 ± 0,0, enquanto em pacientes com apenas linfócitos dérmicos papilares, a média do IRS de JAK1 foi de 8,14 ± 1,8, e houve aumento estatisticamente significante em pacientes com infiltrado dérmico tanto reticular quanto papilar (p=0,002). Em pacientes com MF com grau leve de atipia linfocítica, a média do IRS de JAK1 foi de 7,61 ± 1,5. Nos casos com atipia moderada, a média do IRS de JAK1 foi de 8,82 ± 1,98, enquanto nos pacientes com grau grave de atipia linfocítica, a média do IRS de JAK1 foi de 11,4 ± 1,34. Houve aumento estatisticamente significante do IRS de JAK1 em pacientes com atipia grave em comparação com aqueles com atipia moderada e leve (p=0,001). Em pacientes que apresentaram microabscessos de Pautrier na histopatologia, o IRS de JAK1 teve média de 10,33 ± 1,58, em comparação com pacientes sem microabscessos de Pautrier, nos quais o IRS de JAK1 teve média de 7,95 ± 1,82. Além disso, houve aumento estatisticamente significante nos pacientes com microabscessos de Pautrier em relação aos pacientes sem microabscessos (p=0,003). Não foi detectada nenhuma relação significante entre os níveis de JAK1 por imuno‐histoquímica em pacientes com MF e a presença de atrofia epidérmica, vascularização proeminente e hiperpigmentação acentuada nas lesões cutâneas dos pacientes (tabela 5).
Relação entre a expressão de JAK1 e JAK3 por imuno‐histoquímica e dados histopatológicos em pacientes com micose fungoide (n=53)
| Dados histopatológicos | N | IRS de JAK1 | Teste de sin. | p | IRS de JAK3 | Teste de sin. | p | ||
|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|
| Média ± DP | Mediana (mín. – máx.) | Média ± DP | Mediana (mín. – máx.) | ||||||
| Epidermotropismo | |||||||||
| Ausente | 2 | 12,0 ± 0,0 | 12,0 (12,0 – 12,0) | U = 5,0a | 0,017a | 10,0 ± 2,83 | 10,0 (8,0 – 12,0) | U = 3,50a | 0,009a |
| Presente | 51 | 8,22 ± 1,88 | 9,0 (6,0 – 12,0) | 4,92 ± 1,75 | 4,0 (3,0 – 9,0) | ||||
| Infiltrado linfocítico dérmico | |||||||||
| Apenas papilar | 50 | 8,14 ± 1,82 | 9,0 (6,0 – 12,0) | U = 6,0a | 0,002a | 4,90 ± 1,76 | 4,0 (3,0 – 9,0) | U = 18,50a | 0,023a |
| Papilar e reticular | 3 | 12,0 ± 0,0 | 12,0 (12,0 – 12,0) | 8,67± 3,06 | 8,0 (6,0 – 12,0) | ||||
| Grau de atipia linfocítica | |||||||||
| Leve (1) | 31 | 7,61 ± 1,5 | 9 (6 – 9) | H = 14,815a | 0,001a | 4,58 ± 1,52 | 4 (3 – 8) | H = 7,416a | 0,025a |
| Moderada (2) | 17 | 8,82 ± 1,98 | 9 (6 – 12) | 5,29 ± 1,93 | 6 (3 – 8) | ||||
| Grave (3) | 5 | 11,4 ± 1,34 | 12 (9 – 12) | 7,80 ± 3,03 | 8 (4 – 12) | ||||
| Microabcesso de Pautrier | |||||||||
| Ausente | 44 | 7,95 ± 1,82 | 9 (6 – 12) | U = 76,0a | 0,003a | 4,68 ± 1,88 | 4 (3 – 12) | U = 51,0a | < 0,001a |
| Presente | 9 | 10,33 ± 1,58 | 9 (9 – 12) | 7,22 ± 1,20 | 8 (6 – 9) | ||||
| Atrofia epidérmica | |||||||||
| Ausente | 48 | 8,44 ± 2,02 | 9,0 (6,0 – 12,0) | U = 89,0 | 0,364 | 5,17 ± 2,08 | 6,0 (3,0 – 12,0) | U = 108,50 | 0,734 |
| Presente | 5 | 7,60 ± 1,52 | 8,0 (6,0 – 9,0) | 4,60 ± 1,34 | 4,0 (3,0 – 6,0) | ||||
| Vascularização proeminente | |||||||||
| Ausente | 44 | 8,32 ± 2,03 | 9,0 (6,0 – 12,0) | U = 188,0 | 0,825 | 5,09 ± 2,11 | 5,0 (3,0 – 12,0) | U = 175,50 | 0,600 |
| Presente | 9 | 8,56 ± 1,81 | 9,0 (6,0 – 12,0) | 5,22 ± 1,56 | 6,0 (3,0 – 8,0) | ||||
| Hiperpigmentação basal e melanófagos dérmicos | |||||||||
| Ausentes | 41 | 8,56 ± 2,07 | 9,0 (6,0 – 12,0) | U = 186,50 | 0,164 | 5,17 ± 2,18 | 4,0 (3,0 – 12,0) | U = 242,50 | 0,938 |
| Presentes | 12 | 7,67 ± 1,50 | 8,50 (6,0 – 9,0) | 4,92 ± 1,38 | 6,0(3,0 – 6,0) | ||||
N, número de pacientes; MF, micose fungoide; IRS, índice de imunorreatividade; U, teste de Mann‐Whitney; H, H para Kruskal‐Wallis; p, p‐valor para comparação entre diferentes categorias.
A média do IRS de JAK3 em pacientes com epidermotropismo foi de 4,92 ± 1,75, enquanto em pacientes sem epidermotropismo (dois pacientes com MF em estágio tumoral), a média do IRS de JAK3 foi de 10,0 ± 2,83, com aumento estatisticamente significante em pacientes sem epidermotropismo em comparação com pacientes com epidermotropismo (p=0,009). O IRS de JAK3 em pacientes com linfócitos dérmicos papilares e reticulares apresentou média de 8,67 ± 3,06, em comparação com pacientes com apenas linfócitos dérmicos papilares, cujo IRS de JAK3 apresentou média de 4,90 ± 1,76, e houve aumento estatisticamente significante em pacientes com infiltrado dérmico papilar e reticular (p=0,023). Em pacientes com MF e atipia linfocítica leve, a média do IRS de JAK3 foi de 4,58 ± 1,52. Em pacientes com atipia moderada, a média do JAK3 IRS foi de 5,29 ± 1,93. Em pacientes com atipia linfocítica grave, a média do IRS de JAK3 foi de 7,80 ± 3,03. Observou‐se aumento estatisticamente significante do IRS de JAK3 em pacientes com atipia grave em comparação com aqueles com atipia moderada e leve (p=0,025). Em pacientes com microabscessos de Pautrier, o IRS de JAK3 variou de 6 a 9, com média de 7,22 ± 1,20, em comparação com os pacientes sem microabscessos de Pautrier, nos quais o IRS de JAK1 variou de 3 a 12, com média de 4,68 ± 1,88. Observou‐se aumento estatisticamente significante no IRS de JAK3 em pacientes com microabscessos de Pautrier em relação aos pacientes sem microabscessos de Pautrier (p <0,001). Não houve diferença significante no IRS de JAK3 em pacientes com MF que apresentavam atrofia epidérmica, vascularização proeminente ou hiperpigmentação (tabela 5).
Relação entre a expressão de JAK1 e JAK3 e diferentes estágios da MF utilizando imuno‐histoquímicaHouve aumento estatisticamente significante no IRS de JAK1 em comparação com o IRS de JAK3 no estágio inicial (p <0,001) e aumento estatisticamente significante no IRS de JAK1 em comparação com o IRS de JAK3 no estágio avançado da MF (p=0,027; tabela 6).
Relação entre a expressão de JAK por imuno‐histoquímica e o estadiamento em pacientes com micose fungoide (n=53)
| Estadiamento | N | IRS de JAK1 | IRS de JAK3 | p | ||
|---|---|---|---|---|---|---|
| Média ± DP | Mediana (mín. – máx.) | Média ± DP | Mediana (mín. – máx.) | |||
| Estágio inicial da MF | 46 | 8,0 ± 1,79 | 9,0 (6,0 – 12,0) | 4,80 ± 1,76 | 4,0 (3,0 – 9,0) | < 0,001a |
| Estágio avançado da MF | 7 | 10,71 ± 1,60 | 12,0 (9,0 – 12,0) | 7,14 ± 2,54 | 6,0 (4,0 – 12,0) | 0,027a |
| U (P1) | 51,0a (0,002a) | 70,50a (0,015a) | ||||
MF, micose fungoide; IRS, índice de imunorreatividade; U, teste de Mann Whitney; P1, p‐valor para comparação entre diferentes categorias; p, p‐valor para o teste de Wilcoxon com postos sinalizados para comparação entre IRS de JAK1 e IRS de JAK3.
Correlação positiva significante foi detectada entre os níveis de JAK1 e JAK3 utilizando imuno‐histoquímica em pacientes com MF (r=0,549 e p <0,001, tabela 7).
Correlação entre a expressão de JAK1 e JAK3 em pacientes com micose fungoide (n=53)
| JAK1 vs. JAK3 | rs | p |
|---|---|---|
| IRS | 0,549 | < 0,001a |
rs, coeficiente de Spearman; IRS, índice de imunorreatividade.
Serão discutidos na Parte 2.
DiscussãoA MF é a variante mais comum do linfoma cutâneo primário de células T, representando mais da metade dos casos. Ela se origina das células T epidermotrópicas periféricas, especificamente das células T de memória (CD45RO+), que expressam o receptor de células T e o imunofenótipo CD4+. Clinicamente, evolui de manchas em pele protegida do sol, passando por placas, até nódulos tumorais; o epidermotropismo é o principal critério histopatológico.15 A MF continua sendo um desafio para diagnosticar, estadiar e tratar.15
As JAKs são um grupo de tirosina quinases intracelulares não receptoras que desempenham papel fundamental na patogênese de várias doenças inflamatórias da pele, na oncogênese e na progressão de doenças em diversos tipos de câncer, particularmente neoplasias hematológicas. A família JAK de mamíferos, que contém três JAKs (JAK1–3) e TYK2, pode ser ativada pela ligação de um ligante extracelular a vários receptores transmembranas, levando finalmente à regulação positiva da transcrição de vários genes envolvidos no crescimento celular e na hematopoiese.16
A sinalização JAK/STAT desempenha papel central na mediação da inflamação. A inflamação crônica é uma característica crítica do linfoma cutâneo de células T (LCCT). A desregulação da sinalização da JAK e a ativação de seus alvos STAT são características comuns das células T malignas. Ela parece desempenhar papel importante na expressão de citocinas, proliferação e resistência à apoptose em células T malignas e tem sido implicada na patogênese de uma ampla variedade de cânceres humanos, incluindo o LCCT.17–19 O presente estudo investigou o papel de JAK1 e JAK3 na patogênese, prognóstico e gravidade da micose fungoide.
O estudo incluiu 53 pacientes com diferentes variantes clínicas de MF, diagnosticadas clinicamente e confirmadas por histopatologia e diferenciação de clusters, além de 53 amostras de pele normal como controles.
Neste estudo, a expressão imuno‐histoquímica de JAK1 e JAK3 em MF foi investigada e os resultados de JAK1 e JAK3 foram correlacionados com parâmetros clínicos e histopatológicos. O presente trabalho demonstrou que a expressão imuno‐histoquímica de JAK1 e JAK3 foi significantemente maior em pacientes com MF do que no grupo controle saudável (p <0,001 e p <0,001, respectivamente). Isso pode ser explicado pela alta expressão de JAK em células com alta taxa de proliferação e crescimento.20
Em relação à expressão de JAK1 em outros LCCT, a expressão consistente de JAK1 e JAK2 ativados em amostras primárias da síndrome de Sézary e a regulação negativa da expressão de JAK1 e JAK2 após o uso de um inibidor pan‐JAK foram demonstradas por McKenzie et al.21 No entanto, Eriksen et al.22 observaram que nem JAK1 nem TYK2 foram fosforilados ou ativados em células leucêmicas de Sézary.22
Em relação à expressão de JAK3 em outros LCCT, Eriksen et al.22 observaram a ativação e fosforilação constitutiva de STAT3 e JAK3 em células da síndrome de Sézary e a capacidade do inibidor de JAK, tirfostina AG490, de inibir o crescimento das células leucêmicas de Sézary. Seus achados apoiaram a visão de que a ativação do sistema JAK/STAT in vivo pode aumentar a sensibilidade do tumor às citocinas locais e, assim, aumentar o crescimento do tumor.22
Foi relatado anteriormente que JAK1 apresenta expressão positiva em diferentes distúrbios cutâneos, como o vitiligo na pele perilesional e lesada, além de sua expressão em um grupo de doenças inflamatórias comuns da pele, incluindo psoríase, líquen plano, lúpus eritematoso sistêmico e outras.23 A expressão foi mais pronunciada nas células inflamatórias dérmicas do que nos queratinócitos epidérmicos.24
A psoríase é outra doença mediada por células T, caracterizada pelo acúmulo de linfócitos T benignos ativados na epiderme e na derme. A JAK1 transmite os sinais de IL6, IL22, IL23 e IL12, que são reguladas positivamente e estão envolvidas na patogênese da psoríase. Portanto, as JAKs tornaram‐se alvo terapêutico promissor em diferentes doenças de pele, incluindo psoríase, dermatite atópica e alopecia areata, em que a modulação seletiva do sistema imunológico pode ser útil.16,25,26
A expressão de JAKs também foi relatada em algumas malignidades. Mutações ativadoras de JAK1 e JAK3 foram identificadas em leucemia/linfoma de células T do adulto e leucemia linfoblástica aguda de precursores de células T precoces.9 Além disso, Tang et al.27 provaram que JAK1, na família de proteínas JAK, está intimamente associado ao desenvolvimento do câncer. A alta expressão de JAK1 em tecidos de câncer de cólon e sua associação com o estadiamento clínico, profundidade do tumor e metástase linfonodal sugerem que a ativação dos níveis de expressão de JAK1 pode estar relacionada à ocorrência de câncer de cólon, invasão, metástase e progressão.27
No presente estudo, JAK1 apresentou expressão nuclear em queratinócitos e linfócitos epidermotrópicos na epiderme e em linfócitos na derme, revestimento endotelial dos vasos sanguíneos dérmicos, folículos pilosos, glândulas e ductos écrinos, células nervosas e fibroblastos musculares, além de alto nível de expressão nuclear de JAK1 na camada basal, tanto em controles de pele normal quanto em lesões de pele tumoral de MF. Isso pode ser explicado pelos achados de Zouein et al.,20 que concluíram que a localização nuclear de JAKs (JAK1 e JAK2 em particular) em certas células pode ser detectada em condições associadas a altas taxas de crescimento celular, onde podem funcionar como reguladores epigenéticos da expressão gênica e ser de particular importância em condições fisiológicas e patológicas de crescimento celular acelerado.20 Considerando que a camada basal é o principal local de células mitoticamente ativas na epiderme que dão origem às células das camadas externas da pele, e que a camada basal é caracterizada pela presença de células‐tronco epidérmicas que podem progredir e proliferar para a renovação da pele em condições normais e se dividir mais rapidamente com o aumento do número de células em ciclo em condições patológicas, como lesões na pele.28 A presença nuclear e a alta expressão de JAK1 na epiderme e derme de lesões cutâneas de MF e sua associação com alta taxa de crescimento celular podem sugerir o papel de JAK1 na patogênese e progressão da MF.
No presente estudo, a expressão de JAK3 foi citoplasmática nas células epidérmicas, linfócitos dérmicos, folículos pilosos, glândulas sudoríparas, músculos e fibras nervosas. O local original das JAKs é citoplasmático, onde podem ser estimuladas pela ligação de citocinas e seguidas pela fosforilação de STATs que se translocam para o núcleo e controlam a transcrição de diferentes genes que podem estar envolvidos na proliferação celular.16,29 O alto nível de JAK3 citoplasmática neste estudo pode sugerir a via canônica da JAK3 na patogênese da MF.
Vadivel et al.30 provaram que JAK3 foi expressa nos extratos nucleares e citoplasmáticos de células T malignas primárias e linhagens de células T de pacientes com síndrome de Sézary, usando métodos de western blotting e imunofluorescência. A translocação nuclear de JAK3 foi independente de sua atividade quinase, e JAK3 pôde interagir com a proteína nuclear POLR2A, a subunidade catalítica da RNA polimerase II, produzindo fosforilação de tirosina da histona H3 humana recombinante por JAK3 in vitro, apoiando a hipótese de que JAK3 pode desempenhar papel na sinalização nuclear em células T malignas.30 A presença de JAK3 no núcleo de células T malignas sugere papel não canônico de JAK3 na proliferação e sobrevivência de células T malignas e sua função na patogênese do LCCT.30
Este estudo comparou a expressão de JAK1 e JAK3 em diferentes tipos clínicos de MF. No presente trabalho, a expressão de JAK1 e JAK3 foi mais pronunciada no estágio tumoral da MF do que na MF em placa, na MF em manchas e em outros subtipos clínicos de MF, com diferenças estatisticamente significantes. A MF hipopigmentada apresentou o nível mais baixo de JAK3. Em todos os tipos clínicos de MF, a expressão de JAK1 foi maior do que a expressão de JAK3.
Neste estudo, a alta expressão de JAK1 e JAK3 em lesões de MF mais avançadas, como a MF tumoral, pode estar relacionada à gravidade da MF. A forte expressão de JAK1 e JAK3 no estágio tumoral da MF, que apresentou um infiltrado linfocítico mais denso e profundo do que outros tipos clínicos de MF e grau mais elevado de atipia linfocítica do que outros tipos de MF neste estudo, pode ser decorrente do alto índice proliferativo e do grau de atipia das células nesse estágio, sendo, portanto, expressas em células com alta taxa de proliferação.20,31 Da mesma maneira, a baixa expressão de JAKs na MF hipopigmentada pode estar relacionada à baixa atipia linfocítica nesse tipo clínico de MF observada por Jayasinghe et al.32
Sobre a correlação entre os achados imuno‐histoquímicos e histopatológicos em pacientes com MF, o presente estudo demonstrou nível estatisticamente significante mais elevado de expressão de JAK1 em pacientes que apresentaram ausência de epidermotropismo, infiltrado linfocítico dérmico mais denso e microabscessos de Pautrier do que em pacientes com epidermotropismo, infiltrado dérmico papilar apenas e ausência de microabscessos de Pautrier, respectivamente. Além disso, no presente estudo, foi demonstrado aumento estatisticamente significante na expressão de JAK3 em pacientes com ausência de epidermotropismo, infiltrado linfocítico dérmico mais intenso e pacientes com microabscessos de Pautrier do que em pacientes com epidermotropismo, infiltrado dérmico papilar apenas e ausência de microabscessos de Pautrier, respectivamente (p=0,009, 0,023 e <0,001, respectivamente).
Foi relatado que a via de transdução de sinal JAK/STAT é capaz de promover a expressão de muitos fatores de crescimento, como o fator de crescimento endotelial vascular A, o fator de crescimento semelhante à insulina‐1 e a metaloproteinase da matriz, e pode ativar a angiogênese no local do tumor, promovendo assim a proliferação e sobrevivência celular e inibindo a apoptose.33,34 No linfoma de células NK/T, JAK3 fosforila EZH2, o componente enzimático funcional de PRC2, convertendo‐o em um ativador transcricional, aumentando assim a expressão de uma série de genes‐alvo envolvidos na proliferação maligna de células T.35 Desse modo, o papel da expressão de JAK1 e JAK3 na sobrevivência de células T e no acúmulo de infiltrado em lesões cutâneas de MF pôde ser esclarecido.34,36 Isso pode fornecer uma justificativa para a alta expressão de JAK1 e JAK3 em lesões cutâneas de MF com infiltrado linfocítico T dérmico mais denso e em casos com acúmulo de células T migradas na epiderme na forma de microabscessos de Pautrier.
Em concordância com os resultados apresentados, a ativação constitutiva de JAK3 induziu proliferação e sobrevivência aberrantes de células T CD8+ e CD4+, levando a doenças linfoproliferativas em camundongos, em um modelo murino de transplante de medula óssea. Curiosamente, a desordem linfoproliferativa de células T induzida por JAK3‐AV apresentou envolvimento cutâneo proeminente. A histopatologia dessas lesões de pele mostrou alinhamento frequente de células linfoides altamente atípicas com núcleos marcadamente irregulares a convolutos e cerebriformes ao longo da junção dermoepidérmica, com o aparecimento de frequentes coleções de linfócitos atípicos intraepidérmicos semelhantes a microabscessos de Pautrier, a característica histológica da MF.37 Essas células apresentaram coloração positiva para CD3+ e para o receptor de quimiocina CCR10, que está associado à migração de células T para a epiderme e é altamente expresso em células T neoplásicas de linfomas cutâneos de células T, incluindo MF.37,38 Isso também poderia explicar a alta expressão de JAK3 em lesões de pele decorrentes de microabscessos de Pautrier e extensos linfócitos dérmicos e o possível papel de JAK3 na ocorrência de epidermotropismo.
Os resultados atuais observaram correlação positiva entre o nível de JAK1 e JAK3 e o grau de atipia linfocítica, com aumento significante no IRS de JAK1 e JAK3 em pacientes com atipia grave em comparação com pacientes com atipia leve e moderada, utilizando imuno‐histoquímica. O papel das JAKs no crescimento e diferenciação celular, particularmente em estados hiperproliferativos como malignidades, pode ser responsável por essa descoberta.39 A JAK contribui para a estimulação da proliferação celular em estados benignos e malignos.40 Mutações de JAK foram associadas à transformação maligna em diferentes distúrbios mieloproliferativos.41 Isso pode explicar o alto nível de JAKs em pacientes com atipia grave de linfócitos.
No presente trabalho, os resultados histopatológicos mostraram que poucos casos com ausência de epidermotropismo eram de estágio tumoral da MF. Esses casos apresentaram extenso infiltrado dérmico papilar e reticular e escore 3 em atipia linfocítica. Do mesmo modo, Muñoz‐González et al.31 afirmaram que o epidermotropismo pode estar normalmente ausente no estágio tumoral da MF.31 A regulação positiva de JAK1 e JAK3 nesse contexto, apesar da ausência de epidermotropismo, pode ser atribuída à alta taxa de mitose, atipicidade e proliferação ativa no estágio tumoral nesses casos.31
Krejsgaard et al.42 e Lauenborg et al.43 observaram que a via JAK3/STAT5 ativada de maneira aberrante pode estimular a expressão do fator de crescimento endotelial vascular e da linfotoxina α (anteriormente conhecida como fator de necrose tumoral‐β), uma proteína conhecida por ser angiogênica e linfangiogênica, em células de LCCT, incluindo pacientes com MF, Síndrome de Sezary e linfoma anaplásico de grandes células. A linfotoxina α pode aumentar a produção de IL‐6 em células malignas, promovendo assim a angiogênese, induzindo a proliferação endotelial e a formação de túbulos, promovendo, portanto, o crescimento, a disseminação e a sobrevivência do tumor.42,43 Isso destacou o papel de JAK3 na sobrevivência das células da MF e pode explicar o aumento do JAK3 em lesões cutâneas de MF com vascularização proeminente, apesar de a diferença não ser significante no presente estudo.
No presente estudo, não houve correlação significante entre os níveis de JAK1 ou JAK3 em pacientes com MF e a duração da doença, idade e sexo dos pacientes. Isso indica que esses fatores podem não ter efeito na expressão de JAK1 e JAK3 em pacientes com MF.
O presente estudo mostrou aumento estatisticamente significante na expressão de JAK1 em relação à expressão de JAK3 no estágio inicial e também um aumento estatisticamente significante na expressão de JAK1 em relação à expressão de JAK3 no estágio avançado da MF (p <0,001, p=0,027, respectivamente). Esses achados podem indicar que a expressão de JAK1 pode contribuir tanto para os estágios iniciais quanto para os estágios avançados da MF, e que JAK3 pode ser mais importante no desenvolvimento da MF em estágio avançado. Assim, JAK1 e JAK3 podem ter papéis sinérgicos na patogênese da MF, bem como em sua progressão. Além disso, a expressão de JAK1 apresentou aumento significante em relação à de JAK3 em todos os tipos clínicos de MF, sugerindo a maior importância de JAK1 na patogênese de diferentes variantes de MF.
Seif et al.44 mencionaram que a via JAK/STAT desempenha papel crucial no destino das células T auxiliares CD4+, o imunofenótipo típico da MF.15,44 O papel das JAKs na diferenciação das células T auxiliares é resumido da seguinte maneira: TYK2, JAK1 e JAK2 são importantes para a sinalização de IL‐12, resultando na diferenciação de células Th1, e a JAK1 induzida por interferon também pode auxiliar nesse contexto, enquanto JAK1 e JAK3 são importantes para a transdução de sinal de IL‐4, resultando na diferenciação de células Th2.26,45 No estágio inicial da MF, a pele apresenta aumento na expressão de IFN‐γ, IL‐12 e IL‐2, enquanto a progressão da malignidade para o estágio avançado da MF é caracterizada por aumento concomitante na expressão de outras citocinas, como IL‐4, IL‐5, IL‐10, IL‐13, IL‐15 e IL‐17.46,47 IFN‐γ também transmite sinais por meio de JAK1 e pode fosforilá‐la.48 Esses dados destacaram a importância de JAK1 e JAK3 na patogênese da MF em estágios iniciais e avançados.
Em conclusão, ao investigar a expressão de JAK1 e JAK3 em diferentes tipos clínicos de MF, o estudo demonstrou que JAK1 e JAK3 podem desempenhar papel crucial na patogênese, progressão e prognóstico da MF. A expressão tecidual de JAK1 e JAK3 pode ser um marcador de progressão e estadiamento da MF e pode atuar como alvo terapêutico para inibição no tratamento da MF.
ORCID ID:Basma Mourad Mohamed Ali: 0000‐0001‐5820‐5496
Mohamed Moustafa Shareef: 0000‐0001‐7826‐9964
Lamia Elgarhy: 0000‐0001‐5277‐4751
Declaração de disponibilidade de dadosOs dados que apoiam as conclusões deste estudo estão disponíveis mediante solicitação razoável ao autor correspondente.
Suporte financeiroNenhum.
Contribuição dos autoresHeba Saed El‐Amawy: Concepção e planejamento do estudo, obtenção de dados clínicos, elaboração e redação do manuscrito.
Basma Mourad Mohamed Ali: Supervisão clínica, revisão crítica do manuscrito.
Mohamed Moustafa Shareef: Análise patológica e imuno‐histoquímica.
Lamia Elgarhy: Supervisão, edição e aprovação final do manuscrito.
Disponibilidade de dados de pesquisaTodo o conjunto de dados que dá suporte aos resultados deste estudo foi publicado no próprio artigo.
Conflito de interessesNenhum.
EditorAna Maria Roselino
Como citar este artigo: El‐Amawy HS, Mohamed Ali BM, Shareef MM, Elgarhy L. Evaluation of immunohistochemical and gene expression of Janus kinase‐1 and Janus kinase‐3 in the skin of different clinical types of mycosis fungoides patients – Part I. An Bras Dermatol. 2026;101:501299
Trabalho realizado no Departamento de Dermatologia e Venereologia, Faculdade de Medicina, Tanta University, Tanta, Egito.
